Полагают что механизм токсического действия рицина связан

Молекулярные аспекты цитотоксичности рицина

Чепур С.В., Аль-Шехадат Р.И., Гоголевский А.С., Пугач В.А.,
Мясников В.А., Анисенкова Е.В., Левчук Е.В., Тюнин М.А.

ФГБУ Государственный научно-исследовательский
испытательный институт военной медицины

Резюме
На примере рицина охарактеризованы особенности токсичности рибосом-инактивирующих белков, сопряженные с их прямой пространственно ориентированной РНК-N-гликозидазной активностью, определяющей депуринизацию сарцин-рициновой петли и блокирование гидролиза гуанозинтрифосфата с последующим нарушением трансляции в синтезе белка. Эндоцитоз рицина и его транспорт через комплекс Гольджи определяет значимые конформации молекулы токсина, необходимые для ее выхода в активной форме в цитозоль и связывания с рибосомальными структурами. Полное или частичное ингибирование рицином функции рибосом активирует каскад провоспалительных реакций посредством индукции сигнальных путей транскрипционного фактора NF-κВ и митоген-активируемых протеинкиназ. Воздействие рицина на Толл-подобные рецепторы опосредует продукцию цитокинов, стимулируя воспалительные реакции. Прослежено, что цитотоксическое действие рицина сопряжено также с индукцией митохондрий-опосредованного апоптоза. Благодаря цитотоксическому действию рицин может быть использован для разработки новых лекарственных препаратов для лечения онкологических и аутоиммунных заболеваний. Вместе с тем, в качестве кандидатных средств, ограничивающих его токсическое действие, рассматривают блокаторы ретроградного транспорта, средства, блокирующие транспорт рицина в клетке, противовоспалительные препараты различной природы и ряд антибактериальных средств.

Ключевые слова
рицин, рибосомы, сарцин-рициновая петля, апоптоз, индукция воспаления

(статья в формате PDF. Для просмотра необходим Adobe Acrobat Reader)

Полагают что механизм токсического действия рицина связаноткрыть статью в новом окне

1. Polito L., Bortolotti M., Battelli M.G., Calafato G., Bolognesi A. Ricin: an ancient story for a timeless plant toxin // Toxins. 2019. Vol. 11. P. 324. doi: 10.3390/toxins11060324.

2. Lukey B.J. Chemical warfare agents: pharmacology, toxicology and therapeutics, 2007. 567 p.

3. Bolognesi A., Bortolotti M., Maiello S., Battelli M.G., Polito L. Ribosome-inactivating proteins from plants: a historical overview // Molecules. 2016. Vol. 21. P. 1627.

4. Olsnes S., Pihl A. Inhibition of peptide chain elongation // Nature. 1972. Vol. 238. P. 459-461. doi: 10.1038/238459a0.

5. Funatsu G., Yoshitake S., Funatsu M. Primary structure of Ile chain of ricin D // Agric. Biol. Chem. 1978. Vol. 42. P. 501-503. doi: 10.1080/00021369.1978.10863009.

6. Endo Y., Tsurugi K. RNA N-glycosidase activity of ricin A-chain. Mechanism of action of the toxic lectin ricin on eukaryotic ribosomes // J. Biol. Chem. 1987. Vol. 262. P. 8128-8130.

7. Katzin B.J., Collins E.J., Robertus J.D. Structure of ricin A-chain at 2,5 A // Proteins 1991. Vol. 10. P. 251-259.

8. Montfort W., Villafranca J.E., Monzingo A.F., Ernst S.R., Katzin B. The three-dimensional structure of ricin at 2.8 A // J. of Biol. Chem. 1987. Vol. 262. P. 5398-5403.

9. Rutenber E., Ready M., Robertus J.D. Structure and evolution of ricin B chain // Nature. 1987. Vol. 326. P. 624-626. doi: 10.1038/326624a0.

10. Zentz C., Frenoy J.P., Bourrillon R. Binding of galactose and lactose to ricin. Equilibrium studies // Biochim. Biophys. Acta. 1978. Vol. 536. P. 18-26. doi: 10.1016/0005-2795(78)90047-8.

11. Connor S.J., Paraskevopoulos N., Newman R., Cuan N., Hampartzoumian T., Lloyd A.R., Grimm M.C. CCR2 expressing CD4+ T lymphocytes are preferentially recruited to the ileum in Crohn?s disease // Gut. 2004. Vol. 53. P. 1287-1294. doi: 10.1136/gut.2003.028225.

12. Sowa-Rogozińska N., Sominka H., Nowakowska-Gołacka J., Sandvig K., Słomińska-Wojewódzka M. Intracellular transport and cytotoxicity of the protein toxin Ricin // Toxins (Basel). 2019. Vol. 18. P. E350. doi: 10.3390/toxins11060350.

13. Olsnes S., Refsnes K., Pihl A. Mechanism of action of the toxic lectins abrin and ricin // Nature. 1974. Vol. 249. P. 627-631. doi: 10.1038/249627a0.

14. Simmons B.M., Stahl P.D., Russell J.H. Mannose receptor-mediated uptake of ricin toxin and ricin A chain by macrophages. Multiple intracellular pathways for a chain translocation // J. Biol. Chem. 1986. Vol. 261. P. 7912-7920.

15. Magnusson S., Kjeken R., Berg T. Characterization of two distinct pathways of endocytosis of ricin by rat liver endothelial cells // Exp. Cell Res. 1993. Vol. 205. P. 118-125. doi: 10.1006/excr.1993.1065.

16. Whitfield S.J.C., Griffiths G.D., Jenner D.C., Gwyther R.J., Stahl F.M., Cork L.J., Holley J.L., Green A.C., Clark G.C. Production, characterisation and testing of an ovine antitoxin against ricin; efficacy, potency and mechanisms of action // Toxins. 2017. Vol. 9. P. 329. doi: 10.3390/toxins9100329

17. Sandvig K., Olsnes S., Pihl A. Kinetics of binding of the toxic lectins abrin and ricin to surface receptors of human cells // J. Biol. Chem. 1976. Vol. 74. P. 85-99.

18. Olsnes S. Abrin and ricin structure and mechanism of action of two toxic lectins // Bull. de lInst. Paster. 1976. Vol. 74. P. 85-99.

19. Audi J., Belson M., Patel M., Schier J., Osterloh J. Ricin poisoning a comprehensive review // JAMA. 2005. Vol. 294. P. 2342-2351. doi: 10.1001/jama.294.18.2342.

20. Roy C.J., Song K., Sivasubramani S.K., Gardner D.J., Pincus S.H. Animal models of ricin toxicosis // Curr. Top. Microbiol. Immunol. 2012. Vol. 357. P. 243-257. doi: 10.1007/82_2011_173.

21. He X., Carter J.M., Brandon D.L., Cheng L.W., McKeon T.A. Application of a real time polymerase chain reaction method to detect castor toxin contamination in fluid milk and eggs // J. Agric. Food Chem. 2007. Vol. 55. P. 6897-6902. doi: 10.1021/jf0707738.

22. Olsnes S. The history of ricin, abrin and related toxins // Toxicon. 2004. Vol. 44. P. 361-370. doi: 10.1016/j.toxicon.2004.05.003.

23. Worbs S., Köhler K., Pauly D., Avondet M.A., Schaer M., Dorner M.B., Dorner B.G. Ricinus communis intoxications in human and veterinary medicine-a summary of real cases // Toxins. 2011. Vol. 3. P. 1332-1372. doi: 10.3390/toxins3101332.

24. Moshiri M., Hamid F., Etemad L. Ricin toxicity: clinical and molecular aspects // Rep. Biochem. Mol. Biol. 2016. Vol. 4. P. 60-65.

25. Sandvig K., Spilsberg B., Lauvrak S.U., Torgersen M.L., Iversen T.-G., van Deurs B.O. Pathways followed by protein toxins into cells // Int. J. Med. Microbiol. 2004. Vol. 293. P. 483-490. doi: 10.1078/1438-4221-00294.

26. Van Deurs B., Pedersen L.R., Sundan A., Olsnes S., Sandvig K. Receptor-mediated endocytosis of a ricin-colloidal gold conjugate in Vero cells. Intracellular routing to vacuolar and tubulo-vesicular portions of the endosomal system // Exp. Cell Res. 1985. Vol. 159. P. 287-304. doi: 10.1016/s0014-4827(85)80003-3.

27. Moya M., Dautry-Varsat A., Goud B., Louvard D., Boquet P. Inhibition of coated pit formation in Hep2 cells blocks the cytotoxicity of diphtheria toxin but not that of ricin // J. Cell Biol. 1985. Vol. 101. P. 548-559. doi: 10.1083/jcb.101.2.548.

28. Van Deurs B., Sandvig K., Petersen O.W., Olsnes S., Simons K., Griffiths G. Routing of internalised ricin and ricin conjugates to the Golgi complex // J. Cell Biol. 1986. Vol. 102. P. 37-47. doi: 10.1083/jcb.102.1.37.

29. Sandvig K., van Deurs B. Endocytosis, intracellular transport, and cytotoxic action of Shiga toxin and ricin // Physiol. Rev. 1996. Vol. 76. P. 949-966. doi: 10.1152/physrev.1996.76.4.949.

30. Cosson P., Letourneur F. Coatamer interaction with di-lysine endoplasmic reticulum retention motifs // Science. 1994. Vol. 263. P. 1629-1631. doi: 10.1126/science.8128252.

31. Chen A., Hu T., Mikoryak C., Draper R.K. Retrograde transport of protein toxins under conditions of COPI dysfunction // Biochim. Biophys. Acta. 2002. Vol. 1589. P. 124-139. doi: 10.1016/s0167-4889(02)00163-5.

32. Sandvig K., Bergan J., Kavaliauskiene S., Skotland T. Lipid requirements for entry of protein toxins into cells // Prog. Lipid Res. 2014. Vol. 54. P. 1-13. doi: 10.1016/j.plipres.2014.01.001.

33. Wesche J., Rapak A., Olsnes S. Dependence of ricin toxicity on translocation of the toxin A-chain from the endoplasmic reticulum to the cytosol // J. Biol. Chem. 1999. Vol. 274. P. 34443-34449. doi: 10.1074/jbc.274.48.34443.

34. Roberts L.M., Smith D.C. Ricin: The endoplasmic reticulum connection // Toxicon. 2004. Vol. 44. P. 469-472. doi: 10.1016/j.toxicon.2004.07.002.

35. Deeks E.D., Cook J.P., Day P.J., Smith D.C., Roberts L.M., Lord J.M. The low lysine content of ricin A chain reduces the risk of proteolytic degradation after translocation from the endoplasmic reticulum to the cytosol // Biochemistry. 2002. Vol. 41. P. 3405-3413. doi: 10.1021/bi011580v

36. Spooner R.A., Lord J.M. How ricin and Shiga toxin reach the cytosol of target cells: retrotranslocation from the endoplasmic reticulum // Curr. Top. Microbiol. Immunol. 2012. Vol. 357. P. 19-40. doi: 10.1007/82_2011_154.

37. Polito L., Bortolotti M., Pedrazzi M., Mercatelli D., Battelli M.G., Bolognesi A. Apoptosis and necroptosis induced by stenodactylin in neuroblastoma cells can be completely prevented through caspase inhibition plus catalase or necrostatin-1 // Phytomedicine. 2016. Vol. 23. P. 32-41. doi: 10.1016/j.phymed.2015.11.006.

38. Sokołowska I., Wälchli S., Wegrzyn G., Sandvig K., Słomi´nska-Wojewódzka M. A single point mutation in ricin A-chain increases toxin degradation and inhibits EDEM1-dependent ER retrotranslocation // Biochem. J. 2011. Vol. 436. P. 371-385. doi: 10.1042/BJ20101493.

39. Sokołowska I., Piłka E.S., Sandvig K., Wegrzyn G., Słomi´nska-Wojewódzka M. Hydrophobicity of protein determinants influences the recognition of substrates by EDEM1 and EDEM2 in human cells // BMC Cell Biol. 2015. Vol. 16. P. 1. doi: 10.1186/s12860-015-0047-7

40. Becker B., Schnöder T., Schmitt M.J. Yeast reporter assay to identify cellular components of ricin toxin A chain trafficking // Toxins. 2016. Vol. 8. P. 366. doi: 10.3390/toxins8120366.

41. Lewis M.J., Pelham H.R.B. A new yeast endosomal SNARE related to mammalian syntaxin 8 // Traffic. 2002. Vol. 3. P. 922-929. doi: 10.1034/j.1600-0854.2002.31207.x.

42. Spooner R.A., Watson P.D., Marsden C.J., Smith D.C., Moore K.A.H., Cook J.P., Lord J.M., Roberts L.M. Protein disulphide-isomerase reduces ricin to its A and B chains in the endoplasmic reticulum // Biochem. J. 2004. Vol. 383. P. 285-293. doi: 10.1042/BJ20040742.

43. Richardson P.T., Westby M., Roberts L.M., Gould J.H., Colman A., Lord J.M. Recombinant proricin binds galactose but does not depurinate 28 S ribosomal RNA // FEBS Lett. 1989. Vol. 255. P. 15-20. doi: 10.1016/0014-5793(89)81052-x.

44. Spooner R.A., Lord J.M. Ricin trafficking in cells // Toxins. 2015. Vol. 7. P. 49-65. doi: 10.3390/toxins7010049.

45. Argent R.H., Parrott A.M., Day P.J., Roberts L.M., Stockley P.G., Lord J.M., Radford S.E. Ribosome-mediated folding of partially unfolded ricin A-chain // J. Biol. Chem. 2000. Vol. 275. P. 9263-9269. doi: 10.1074/jbc.275.13.9263.

46. Slomi´nska-Wojewódzka M., Pawlik A., Sokołowska I., Antoniewicz J., Wegrzyn G., Sandvig K. The role of EDEM2 compared with EDEM1 in ricin transport from the endoplasmic reticulum to the cytosol // Biochem. J. 2014. Vol. 457. P. 485-496. doi: 10.1042/BJ20130155.

47. Grela P., Szajwaj M., Horbowicz-Drożdżal P., Tchórzewski M. How ricin damages the ribosome // Toxins (Basel). 2019. Vol. 11. P. E241. doi: 10.3390/toxins11050241.

48. Grela P., Sawa-Makarska J., Gordiyenko Y., Robinson C.V., Grankowski N., Tchórzewski M. Structural properties of the human acidic ribosomal P proteins forming the P1-P2 heterocomplex // J. Biochem. 2008. Vol. 143. P. 169-177. doi: 10.1093/jb/mvm207.

49. Lee K.-M., Yu C.W.-H., Chiu T.Y.-H., Sze K.-H., Shaw P.-C., Wong K.-B. Solution structure of the dimerization domain of the eukaryotic stalk P1/P2 complex reveals the structural organization of eukaryotic stalk complex // Nucleic Acids Res. 2012. Vol. 40. P. 3172-3182. doi: 10.1093/nar/gkr1143.

50. Grela P., Li X.-P., Horbowicz P., D´zwierzy´nska M., Tchórzewski M., Tumer N.E. Human ribosomal P1-P2 heterodimer represents an optimal docking site for ricin A chain with a prominent role for P1 C-terminus // Sci. Rep. 2017. Vol. 7. P. 5608. doi: 10.1038/s41598-017-05675-5

51. Grela P., Li X.-P., Tchórzewski M., Tumer N.E. Functional divergence between the two P1-P2 stalk dimers on the ribosome in their interaction with ricin A chain // Biochem. J. 2014. Vol. 460. P. 59-67. doi: 10.1042/BJ20140014.

52. Li X.-P., Tumer N.E. Differences in ribosome binding and sarcin/ricin loop depurination by shiga and ricin holotoxins // Toxins. 2017. Vol. 9. P. 133. doi: 10.3390/toxins9040133.

53. Endo Y., Gluck A., Wool I.G. Ribosomal RNA identity elements for ricin A-chain recognition and catalysis // J. Mol. Biol. 1991. Vol. 221. P. 193-207. doi: 10.1016/0022-2836(91)80214-f.

54. Jasheway K., Pruet J., Anslyn E.V., Robertus J.D. Structure-based design of ricin inhibitors // Toxins (Basel). 2011. Vol. 3. P. 1233-1248. doi: 10.3390/toxins3101233.

55. Wahome P.G., Robertus J.D., Mantis N.J. Small-molecule inhibitors of ricin and Shiga toxins // Curr. Top. Microbiol. Immunol. 2012. Vol. 357. P. 179-207. doi: 10.1007/82_2011_177.

56. Kim Y., Mlsna D., Monzingo A.F., Ready M.P., Frankel A., Robertus J.D. Structure of a ricin mutant showing rescue of activity by a noncatalytic residue // Biochemistry. 1992. Vol. 31. P. 3294-3296. doi: 10.1021/bi00127a035.

57. Fabbrini M.S., Katayama M., Nakase I., Vago R. Plant ribosome-inactivating proteins: progesses, challenges and biotechnological applications (and a few digressions) // Toxins (Basel). 2017. Vol. 9. P. 314. doi: 10.3390/toxins9100314.

60. Soler-Rodriguez A.S., Ghettie M., Oppenheimer-Marks N., Uhr J.W., Vitetta E.S. Ricin A-chain and ricin A-chain immunotoxins rapidly damage human endothelial cells: implications for vascular leak syndrome // Exp. Cell Res. 1993. Vol. 206. P. 227-234. doi: 10.1006/excr.1993.1142.

61. Wong J., Korcheva V., Jacoby D.B., Magun B.E. Proinflammatory responses of human airway cells to ricin involve stress-activated protein kinases and NF-kappaB // Am. J. Physiol. Lung Cell Mol. Physiol. 2007. Vol. 293, 6. P. L1385-L1394. doi: 10.1152/ajplung.00207.2007.

62. Lindauer M., Wong J., Magun B. Ricin toxin activates the NALP3 inflammasome // Toxins (Basel). 2010. Vol. 2, 6. P. 1500-1514. doi: 10.3390/toxins2061500.

63. Dong M, Yu H, Wang Y, Sun C, Chang Y, Yin Q, Zhao G, Xu N, Liu W. Critical role of toll-like receptor 4 (TLR4) in ricin toxin-induced inflammatory responses in macrophages // Toxicol. Lett. 2020. Vol. 321. P. 54-60. doi: 10.1016/j.toxlet.2019.12.021.

64. Gal Y., Mazor O., Falach R., Sapoznikov A., Kronman C., Sabo T. Treatments for pulmonary ricin intoxication: current aspects and future prospects // Toxins (Basel). 2017. Vol. 9, 10. P. 311. doi: 10.3390/toxins9100311.

65. Tesh V.L. The induction of apoptosis by Shiga toxins and ricin // Curr. Top. Microbiol. Immunol. 2012. Vol. 357. P. 137-178. doi: 10.1007/82_2011_155.

66. Baluna R., Coleman E., Jones C., Ghetie V., Vitetta E.S. The Effect of a Monoclonal Antibody Coupled to Ricin A Chain-Derived Peptides on Endothelial Cells in Vitro: Insights into Toxin-Mediated Vascular Damage // Exp. Cell Res. 2000. Vol. 258. P. 417-424. doi: 10.1006/excr.2000.4954.

67. Hasegawa N., Kimura Y., Oda T., Komatsu N., Muramatsu T.H.-J. Isolated ricin B-chain-mediated apoptosis in U937 cells // Biosci. Biotechnol. Biochem. 2000. Vol. 64. P. 1422-1429. doi: 10.1271/bbb.64.1422.

68. Tyagi N., Tyagi M., Pachauri M., Ghosh P.C. Potential therapeutic applications of plant toxin-ricin in cancer: challenges and advances // Tumour Biol. 2015. Vol. 36, 11. P. 8239-8246. doi: 10.1007/s13277-015-4028-4.

69. Bich Loan N.T., Trung N.N., Le Na N.T., Thang N.D. Anticancer activities of ricin-liposome complexes on SKMEL-28 cells // Asian Pac. J. Cancer Prev. 2019. Vol. 20, 7. P. 2117-2123. doi: 10.1007/s13277-015-4028-4.

70. Lindauer M.L., Wong J., Iwakura Y., Magun B.E. Pulmonary inflammation triggered by ricin toxin requires macrophages and Il-1 signaling // J. Immunol. 2009. Vol. 183. P. 1419-1426. doi: 10.4049/jimmunol.0901119.

71. Gal Y., Mazor O., Alcalay R., Seliger N., Aftalion M., Sapoznikov A., Falach R., Kronman C., Sabo T. Antibody/doxycycline combined therapy for pulmonary ricinosis: attenuation of inflammation improves survival of ricin-intoxicated mice // Toxicol Rep. 2014. Vol. 1. P. 496-504. doi: 10.1016/j.toxrep.2014.07.013.

72. Gal Y., Sapoznikov A., Falach R., Ehrlich S., Aftalion M., Sabo T., Kronman C. Potent antiedematous and protective effects of ciprofloxacin in pulmonary ricinosis // Antimicrob. Agents Chemother. 2016. Vol. 60, 12. P. 7153-7158. doi: 10.1128/AAC.01696-16.

Источник

Распознание поражений рицином

Автор: Михаил Васильевич Супотницкий.

Supotnitskiy M. V. The recognition of damage by ricin // Applied toxicology— 2013. — № 1 (9). — P. 44–49.

Рицин (ricin toxin) — бинарный токсин, получаемый из жмыха семян касторовых бобов Ricinus communis (клещевина обыкновенная). В медицине широко применяется для разработки иммунобиологических противоопухолевых лекарственных препаратов из группы иммунотоксинов. Получение неочищенного рицина не представляет особых сложностей для террористических организаций. Цель настоящее работы — анализ подходов к распознанию поражений рицином, связанных с профессиональной деятельностью по созданию иммунобиологических лекарственных препаратов и вызванных актами биотеррора.

Препараты рицина. Основными производителями касторовых бобов являются Китай, Индия, Бангладеш и США, где они используются для получения касторового масла. В самом масле рицина нет — технологическая цепочка его получения предполагает инактивацию токсина нагреванием. В жмыхе семян касторовых бобов содержится 0,5–5% рицина, образующего комплекс с агглютинином. Агглютинин — лектин гликолипиной природы. Прямым цитотоксическим действием он не обладает, но способен агглютинировать и лизировать эритроциты. Клинически значимый гемолиз он вызывает только после внутривенного введения. Препараты рицина различаются агрегатным состоянием, степенью очистки и наличием изоформ токсина.

Очищенный рицин представляет собой белый порошок без запаха. Разработаны технологии его выделения и очистки в кристаллическом виде. Рицин хорошо растворим в воде и сохраняет токсические свойства в широком диапазоне pH. В водных растворах он инактивируется при температуре 80 0 С в течение часа, в сухом виде более устойчив [1, 2, 3].

Кроме рицина в касторовых бобах содержатся небольшие количества токсического алкалоида рицинина. Он экстрагируется совместно с рицином. Случаев отравления людей очищенным рицинином не описано [4].

Полагают что механизм токсического действия рицина связан

Рис. 1. Механизм токсического действия рицина. После взаимодействия В-субъединицы рицина с галактозой или N-ацетилгалактозамином на поверхности клетки, молекула токсина подвергается эндоцитозу (1, 2). Большинство молекул рицина выводится обратно на поверхность клетки благодаря механизму экзоцитоза (3). Если везикулы сливаются с лизосомами, то рицин разрушается благодаря механизму протеолиза (4). Часть рицин-содержащих везикул сливается с транспортной сетью Гольджи (trans-Golgi network, TGN) (5), оттуда они также могут быть выведены на поверхность клетки (6). Токсическое действие рицин оказывает тогда, когда его молекула распадается на субъединицы и А-субъединица пенетрирует мембрану TGN и проникает в цитозоль (7) где катализирует депуринизацию (depurination) рибосом, останавливая синтез белка. По [1]

А-субъединица рицина — высокоэффективная N-гликозидаза. Она действует через удаление специфического аденинового основания (А4324) вблизи 3′-конца 28S рибосомальной РНК. Одна А-субъединица способна в минуту инактивировать около 1500 рибосом. Аминоацилтранспортная РНК не соединяется с усеченной 28S рибосомальной РНК. Синтез белка останавливается, и запускается механизм апоптоза клетки [2, 5]. Аминокислотная последовательность А-субъединицы рицина имеет обширную гомологию с энзиматической субъединицей шига-токсина. Механизмы действия обоих ферментов одинаковы [1].

Токсические свойства. Рицин обладает прямым цитотоксическим действием. Летальные дозы рицина зависят от способа ведения в организм животного, от вида животного, степени очистки рицина, условий его хранения и наличия изоформ в препарате.

Интоксикация экспериментального животного А-цепью рицина при различных путях его введения проявляется виде синдрома проницаемости сосудов (гипоальбунемия, отеки), вызванного повреждением клеток эндотелия. Мыши, кролики, приматы, ингаляционно экспонированные к высоким дозам рицина, всегда имели тяжелые поражения легочной ткани, сопровождающиеся отеком легких и затоплением альвеол (alveolar flooding), приводящие их к смерти вследствие гипоксемии. Появление первого клинического симптома ингаляционного отравления рицином — отдышки, C. Wilhelmseann и L. Pitt [9] связывают с начавшимся затоплением альвеол; отека легких — с проявлением синдрома проницаемости сосудов.

Патологические последствия сосудистых нарушений, индуцированные токсином, более серьезны, чем прямое действие токсина на клетки. Высокие дозы рицина, введенного экспериментальным животным внутривенно, уже через 4 ч повреждали Купферовы клетки, затем развивались повреждение клеток эндотелия и диссеминированная внутрисосудистая коагуляция. В сосудистой сети печени формировались тромбы, приводящие к гепатоцеллюлярному некрозу. Животные погибали от гепатоцеллюлярной и ренальной недостаточности. Повреждение сосудистого эндотелия, вызванного внутривенным введением рицина, может привести к периваскулярному отеку легких. Заглатывание рицина вызывает некроз эпителия желудочно-кишечного тракта, локальное кровотечение и некроз печени, селезенки и почек. Внутримышечное введение сопровождается локальным некрозом мышц и региональных лимфатических узлов с умеренным поражением висцеральных органов [8].

Клиника ингаляционного поражения. Ингаляционное поражение рицином людей и экспериментальных животных возможно в том случае, если размер частиц аэрозоля находится в пределах 1–5 мкм, более крупные частицы задерживаются в верхних дыхательных путях. Частицы рицина меньше микрона выходят из легких при выдохе [8].

Данных по ингаляционному поражению людей рицином в доступной литературе найти не удалось. Ингаляционное экспонирование крыс к рицину вызывает у них диффузную некротизирующую пневмонию с интерстициальным и альвеолярным воспалением и отеком, но не ранее 8 ч после ингаляции. Через 12 ч отмечаются первые признаки нарушения проницаемости воздушно-кровяного барьера и цитотоксического действия рицина: в жидкости бронхиального пространства обнаруживаются повышенное содержание общего белка и воспалительные клетки крови. Наличие воспалительного процесса показывает и общая формула крови.

Через 18 ч после ингаляции рицина уже заметен альвеолярный отек и увеличено количество экстраваскулярной жидкости в легких. Через 30 ч выраженная артериальная гипоксемия и ацидоз, гистопатологические доказательства альвеолярного отека. Иммунохимические исследования показали, что ингалированный рицин связывается с реснитчатыми клетками, альвеолярными макрофагами и альвеолярными обкладочными клетками дыхательных путей [8].

При сравнительном исследовании поражений легких крыс, вызванных ингаляцией рицина разной степени очистки (в сопоставимых дозах по очищенному рицину), установлено, что неочищенный рицин вызывает более обширные и разнообразные поражения, чем очищенный [3].

В исследованиях на нечеловекообразных приматах установлено, что ингаляционная токсичность рицина имеет дозозависимый преклинический период 8–24 ч. В клиническом периоде у животных наблюдается анорексия, прогрессирующее снижается двигательная активность, развивается отдышка. Через 36–48 ч после ингаляции рицина они погибали от легочной недостаточности. Скорость гибели животных также зависела от ингалированной дозы. У всех обезьян, погибших от ингаляционного отравления рицином, обнаружили гнойно-фибринозную пневмонию, разной выраженности диффузный некроз легочной ткани и острые воспалительные изменения нижних дыхательных путей [8].

Подробное описание патологии мелкодисперсного аэрозоля очищенного рицина у нечеловекообразных приматов (макак резусов) приведено в работе [9]. Пять животных весом 5.9–6.3 кг были экспонированы к частицам аэрозоля рицина (размер частиц аэрозоля 1–2 мкм) из расчета ингаляционной дозы 21,0–41,8 мкг/кг. Средний диаметр частиц рицина 1,2 мкм, их основная масса осела в участке соединения бронхиол с альвеолами. В период времени между 36 ч и 48 ч после ингаляции большая часть животных погибла. Оставшиеся в живых обезьяны были умерщвлены и затем подверглись патологоанатомическому исследованию.

Наиболее тяжелые видимые и микроскопические поражения обнаружены в нижнем респиратором тракте животных. В грудной полости находились серозная или сероангинозная жидкость и нити фибрина. Висцеральная легочная плевра была покрыта пленкой фибрина. Легкие не колапсированы, но тяжелые, плотной упругой консистенции, покрытые жидкостью. Их окраска пестрая, с красной и пурпурной исчерченностью ( рис. 2 ).

Полагают что механизм токсического действия рицина связан

Рис. 2. Грудная полость обезьяны, погибшей после экспонирования к мелкодисперсномуо аэрозолю рицина. А. Фибрин, покрывающий висцеральную поверхность плевры. Б. Отек легких, сопровождающийся геморрагиями и некротическими изменениями. По [9]

В трахее и бронхах обнаружена светлая пенистая жидкость, вытекающая из отверстия гортани. Медиастинум утолщен вследствие студенистого отека (gelatinous edema), медиастинальные лимфатические узлы расширены и отечны. Перикардиальная сумка заполнена серозной или серозноангинозной жидкостью и расширена. Легочные доли у всех обезьян имели не очень заметный мультифокальный сливающийся некроз и воспалительные изменения эпителия воздушных путей, перибронховаскулярный отек, альвеолярное затопление (alveolar flooding) и фибринозно-гнойные альвеолиты (fibrinopurulent alveolitis) как проявление интерстициальной пневмонии с участками некроза.

Нити перибронховаскулярной соединительной ткани разделены эозинофильным белковым материалом (отек). Перибронхиальные лимфатические узлы расширены фибриллярным эозинофильным материалом (отек и фибрин) с эритроцитами, нейтрофилами, лимфоцитами и макрофагами. Лимфоциты в ассоциированных с бронхами лимфоидных тканях истощенны (depleted). На отдельных бронхах эпителий остался интактным, другие частично утратили подкладочный эпителий (lining epithelium) (рис 3, А ).

Полагают что механизм токсического действия рицина связан

Рис. 3. Гистологические изменения в легочной ткани у обезьян, экспонированных к мелкодисперсному аэрозолю рицина.

А. Выраженный периваскулярный и перибронхиальный отек с лимфангиестазией (lymphangiectasia) и истощением бронхо-ассоциированной лимфоидной ткани. Полоса соответствует 333 мкм. Б. Бронхоальвеолярный некроз с альвеолярным затоплением (alveolar flooding) и гнойнофибринозным перибронхиолитом и альвеолитом. Полоса соответствует 133 мкм. В. Гнойнофибринозный альвеолит. Полоса соответствует 33 мкм. Г. Внутриальвеолярное отложение полимеризованного фибрина. Полоса соответствует 66 мкм. Окрашивание фосфовольфрамовым кислым гематоксилином. По [9]

Перибронхиальные инфильтраты включают нейтрофилы, лимфоциты, и макрофаги. Многие маленькие бронхиолы почти полностью утратили эпителий, сохранив только гладкие мышцы (см. рис. 3, Б). Терминальные бронхиолы некротизированы (респираторные бронхиолы, альвеолярные проходы и соседние альвеолы) и «раздуты» миграцией эозинофилов, эритроцитов, альвеолярных макрофагов, клеточного дебриса и отложением нитей фибрина. Большинство альвеол утратили подкладочный эпителий. Альвеолярное септальное интерстициальное пространство утолщено эозинофильным белковым материалом, капилляры переполнены и инфильтрированы нейтрофилами и макрофагами (см. рис. 3, В). Капилляры подкладочного эндотелия и большие кровеносные сосуды «раздуты». Имеет место внутриальвеолярное отложение полимеризованного фибрина (см. рис. 3, Г).

Верхний респираторный тракт воспален незначительно. Трахея у всех обезьян и гортань у трех обезьян имели небольшое количество мигрировавших нейтрофилов и редкие очаги некротических эпителиальных клеток. В просвете обнаружено незначительное количество воспалительного экссудата, включающего разрушенные нейтрофилы, макрофаги, эритроциты, слущившиеся эпителиальные клетки и муцин.

Другие торакальные поражения выявлены вдоль легочного лимфатического дренажного протока. У всех обезьян синусы трахеобронхиальных лимфатических узлов утолщены отложением фибрина, гиперсегментированными нейтрофилами, макрофагами, некротизированным клеточным дебрисом. В трахеобронхиальных лимфатических узлах отдельных обезьян обнаружено выраженное лимфатическое истощение кортекса и кариолизис фолликулярных клеток. Соединительная ткань вокруг лимфатических узлов и центростремительные лимфатические протоки заполнены нейтрофилами, макрофагами, лимфоцитами, эритроцитами и фибрином. У двух обезьян обнаружен адренокортикальный некроз.

Клиника парентерального поражения. Клиника низких доз изучена в экспериментах по лечению рака. Раствор рицина пациентам вводили внутривенно (18–20 мкг/м 2 ). Первые симптомы отравления у них появились через 4–6 ч после инъекции. Преобладали гриппозные симптомы, больные также жаловались на тошноту, рвоту, боли в мышцах и слабость. Такое состояние длилось у отравленных до двух суток. Смертельных исходов не было [10].

Внутримышечное и подкожное введение высоких доз рицина людям, обычно приводило к локальному лимфоидному некрозу, желудочно-кишечному кровотечению, некрозу печени, диффузному нефриту и сплениту. Сходные результаты были получены и в опытах на животных [8].

При внутривенном введении больших доз рицина, отравление может клинически маскироваться под сепсис (лихорадка, головная боль, головокружение, тошнота, анорексия, гипотония, абдоминальные боли) [2].

Парентеральное отравление рицином можно предполагать при наличии в анамнезе отравленного указаний на получение им каких-то царапин или уколов, вызвавших жгучую боль в участке повреждения кожи, особенно если они были нанесены (сделаны) в общественных местах или на улице неизвестными лицами, или их происхождение осталось отравленному неизвестным. На отравление рицином (кроме общих симптомов отравления — тошнота, рвота, коллаптоидное состояние, признаки поражения печени и почек, и др.) будут указывать плотная воспаленная зона в участке инъекции, воспаление лимфатических узлов, ближайших к участку инъекции, локальный лимфоидный некроз, и симптомы внутрисосудистой коагуляции (геморрагии, желудочно-кишечное кровотечение). Внутривенное введение рицина не сопровождается местными симптомами. Предположение об отравлении рицином можно сделать на основе клинических признаков диссеминированной внутрисосудистой коагуляции, сочетающихся признаками гепатоцеллюлярной и ренальной недостаточности.

Поражение аэрозолем рицина можно предполагать в случае: 1) появления в течение одних суток больных с геморрагическими явлениями в сетчатке глаз и прогрессирующей легочной патологией, проявляющейся отеком легких, отдышкой, кровохарканием, нарастающими очагами деструкции легочной ткани; 2) обнаружением на секции патологии мелкодисперстного аэрозоля; 3) установлением эпидемиологии точечного источника и локализованности очага поражения[1].

Для дифференциальной диагностики необходимо исключить другие биологические агенты, такие как стафилококковый энтеротоксин В (СЭВ), возбудителей лихорадки Ку, туляремии, чумы, гемолитико-уремического синдрома ( E. coli O104:H4; O157:H7) и некоторые отравляющие вещества (фосген, дифосген). Индуцируемый рицином отек легких ожидается намного позднее (1–3 дня после экспонирования) по сравнению с таковым, индуцируемым СЭВ (около 12 ч после экспонирования) или фосгеном (около 6 ч после экспонирования). Вероятно, интоксикация, вызванная рицином, будет прогрессировать несмотря на лечение антибиотиками, в отличие от инфекционного процесса. При ингаляционном поражении рицином не должно быть медиастинита, как в случае ингаляционной сибирской язвы. У больных, отравленных рицином, не следует ожидать клинической стабилизации, как в случае интоксикации СЭВ. К дополнительным признакам, подтверждающим клиническую картину или диагноз, после аэрозольного экспонирования к рицину относятся следующие: двусторонние инфильтраты на рентгенограммах грудной клетки, артериальная гипоксемия, нейтрофильный лейкоцитоз и бронхиальный аспират, богатый плазменным белком, что характерно для отека легких [13].

В качестве маркера отравления рицином может использоваться алкалоид рицинин. Он содержится в следовых количествах практически во всех препаратах рицина, но менее чем рицин подвержен метаболизации. Его определение в моче возможно даже спустя двое суток после экспонирования экспериментального животного к рицину [2].. При помощи ПЦР в большинстве рициновых препаратов можно обнаружить ДНК клещевины обыкновенной [13].

При исследовании рицинсодержащих препаратов, использованных для совершения преступления, необходимо обращать внимание не только на количественное содержание в них рицина, но и на их агрегатную форму (жидкость или порошок) и состав компонентов. В сухих препаратах целесообразно определить средний размер частиц рицина и выявить наличие дезагрегирующего наполнителя, в жидких — стабилизирующие соединения.

Иммунопрофилактика. Рицин обладает выраженными иммуногенными свойствами. На стадии проведения доклинических исследований находится несколько вакцин и иммуноглобулинов, обладающих протективным действием в отношении рицина. Подробное изложение достигнутого уровня и истории создания рициновых вакцин и антитоксинов приведено в работе [3]. Практического значения эти вакцины пока не имеют.

Лечение. Специфического лечения отравления рицином не существует. В настоящее время лечение ограничивается интенсивной поддерживающей и симптоматической терапией. При лечении поражения, возникшего после проникновения токсина через дыхательные пути, значительных усилий от врачей требует купирование отека легких и поддержание нормальной легочной вентиляции. При энтеральных поражениях лучше всего проводить энергичное промывание желудка с последующим применением слабительных средств, таких как цитрат магнезии. Активированный уголь малоэффективен для больших молекул, таких как рицин. Важное значение имеет возмещение объема потерь желудочно-кишечной жидкости. При парэнтеральном введении рицина в распоряжении врача остаются только поддерживающие и реанимационные мероприятия [2, 13].

В экспериментах на мышах показана возможность химиотерапии при отравлениях рицином. С этой целью могут быть использованы D-галактоза и ее производные (конкурирует с рицином за участки связывания на поверхности клеток-мишеней), азидотимидин (AZT) и брефельдин А (блокируют транспорт рицина по сети Гольджи) [8].

Список литературы

8. Franz D., Jaax N. Ricin toxin // Medical aspects of Chemical and Biological Warfare / Ed. F. R. Sidell, E. T. Tafuqi, D. R. Franz. — Washington, 1997. — P. 631–642.

Библиографическое описание:

Супотницкий М.В. Распознание поражений рицином // Прикладная токсикология. — 2013. — № 1 (9). — С. 44–49.

Supotnitskiy M. V. The recognition of damage by ricin // Applied toxicology— 2013. — № 1 (9). — P. 44–49.

Источник

Добавить комментарий

Ваш адрес email не будет опубликован. Обязательные поля помечены *